基因和RNAi***在临床上的应用需要安全高效的载体。迄今为止，核酸***的两种主要方法是基于病毒和非病毒载体。与病毒载体相关的安全问题有很多:诱导免疫反应的风险、不必要的突变和**。因此，在开发基于脂质或聚合载体的非病毒载体是势在必行的。1965年，Vaheri和Pagano引入了二乙基氨基乙基修饰的葡聚糖，这是第一种用于基因传递的聚合物。1987年，Felgner引入了DOTMA，这是第一种用于DNA转染的阳离子脂质。从那时起，大量不同的脂质和聚合物被开发出来。南京星叶生物正是利用将核酸封装在纳米级脂质体囊泡中的技术，开发出了Gemate系列转染试剂。RNA 转染试剂在不同细胞类型中的效果存在明显差异。南京转染试剂帮转染
RNA和信使RNA与DNA转染类似，RNA可以通过基于RNA的病毒或非病毒载体导入真核细胞。与涉及DNA的转染相比，RNA转染可能产生更高的转染效率，因为后者不需要穿越核膜。在不需要基因组整合、转录和转录后处理的情况下，RNA转染也可能加速所需蛋白质的产生。使用基于信使RNA(mRNA)的载体也可以防止因整合到宿主基因组而引起的并发症，从而允许表达特定的，所需的蛋白质。然而，RNA转染后，蛋白质表达是短暂的，与DNA相比，RNA的稳定性相对较差，因此在细胞内运输时更容易降解。小RNA是长度为18-200个碱基对(bp)的RNA分子，具有调控转录后基因调控和RNA修饰的能力。小RNA包括microRNAs(miRNAs)、小干扰RNA(siRNA)、短发夹RNA（shRNA）等。microRNAs和piRNAs都是内源性单链小RNA。miRNAs(18-25bp)通过抑制目标mRNA或干扰其翻译起始，参与下游mRNA的转录后调控。与miRNAs和piRNAs类似，siRNA也在调控转录后基因表达中发挥作用。siRNA的长度通常为20-24bp，可表达为内源性或外源性双链小RNA。shRNA是一种具有发夹环的内源性双链小RNA。shRNA可以结合mRNA上的互补序列来降解它。广东lipo3000转染试剂脂质复合物(CLNACs)通过网格蛋白参与的内吞作用进入细胞。
脂质体转染是一种常用的基因转染方法，不同类型的细胞在脂质体转染过程中会表现出不同的特性和差异。以下是对脂质体转染对不同类型细胞影响差异的详细分析：
一、转染效率的差异宫颈*细胞：对于Hela细胞和Siha细胞，当细胞接种密度为每24孔板的每孔1.5×10⁴个细胞，miRNA量为1μl，Hela细胞中miRNA与脂质体比例为1:0.5，Siha细胞中为1:0.7时，24小时后可获得比较高转染效率1。与含血清的培养基相比，只有Siha细胞在无血清培养基中培养时，在转染前能获得更高的转染效率（P＜0.01）1。PC12细胞：lipo2000转染PC12细胞的比较好转染条件为lipo2000用量为5μL，DNA2μg，转染时间为6h，这种条件下的PC12细胞转染率高达40%，且未影响细胞的正常分泌3。HepG2细胞：阳离子脂质体的扩散系数在lipoplex形成过程中与lipoplex的物理化学特性、lipoplex中质粒DNA的可及性以及每代谢活性的基因表达对数密切相关2。随着脂质体尺寸的增加，主要的内吞途径从网格蛋白介导的内吞转变为脂筏介导的内吞，此外，所有脂质体尺寸均观察到巨胞饮作用2。骨髓间充质干细胞：脂质体介导的CD基因在鼠骨髓间充质干细胞中成功表达，于转染48h后达峰值5。
原代细胞和干细胞的转染效率通常较低。原代细胞刚刚从组织中分离出来，还保留着体内复杂的生理特性，其细胞膜上的受体和内吞机制等可能不适应脂质体转染。例如，原代间充质干细胞的转染效率可能低于10%。干细胞由于其特殊的自我更新和分化潜能，其细胞内部的信号通路和膜运输机制对脂质体转染比较敏感，转染效率也不高。而且在转染过程中，还需要考虑不影响干细胞的干性，这也增加了转染的难度。
原代细胞和干细胞对脂质体的毒性反应比较敏感。脂质体可能会干扰它们的正常生理功能，如影响干细胞的自我更新和分化能力。对于原代细胞，可能会改变其原有的表型或者***细胞的应激反应，导致细胞提前衰老或者死亡。 一项与抗血管生成基因传递高度相关的发现是，阳离子脂质体（CLs）选择性地靶向的血管系统。
联合使用其他技术优化DNA和RNA转移的转染试剂在肌肉细胞中的应用：在C2C12细胞中，比较了五种商业转染试剂（Lipofectamine®3000、Viafect™、Fugene®HD、C2C12CellAvalanche®和JetOPTIMUS®）的转染效率7。通过优化DNA:转染剂比例和细胞密度，所有试剂都达到了超过60%的转染效率，且对细胞生长和活力的影响有限。然而，在C2C12细胞中优化的用于DNA转移的条件下，这些试剂对siRNA的转移效率较低，并且对原代肌肉细胞的毒性较高。这提示在使用转染试剂时，可以通过联合使用其他技术或优化转染条件，以提高转染效率并降低细胞死亡。例如，可以进一步研究不同试剂之间的联合使用，或者优化转染后的培养条件，以降低细胞毒性。综上所述，在不同细胞模型中提高RNA转染试剂的转染效率同时降低细胞死亡，可以通过选择合适的转染试剂、优化转染条件以及联合使用其他技术等方法来实现。未来的研究可以进一步深入探讨不同细胞模型中比较好的转染策略，以满足不同研究领域的需求。是由非离子核酸与阳离子脂质体（CLs）表面结合，形成多层脂质-核酸复合物而形成的。大鼠转染试剂细胞实验
转染时推荐使用血清减少或无血清培养基包括阳离子转染试剂，如Lipofectamine、HiperFect 和EndofectinMax。南京转染试剂帮转染
选择**适合的RNA转染试剂是一个复杂的过程，需要综合考虑多个因素。以下是一些关键的考虑因素和方法来帮助选择**适合的RNA转染试剂。一、考虑转染效率转染效率是选择RNA转染试剂的重要指标之一。较高的转染效率可以确保更多的细胞成功摄取和表达RNA。实验细胞类型：不同的细胞类型对转染试剂的敏感性可能不同。例如，一些细胞系可能更容易被某些转染试剂转染，而另一些细胞则可能对不同的试剂更敏感。在肾*细胞系786-O和ACHN中，微小RNA-1180（miR-1180）转染后，通过实时定量PCR和Westernblot等方法检测到p21mRNA和蛋白表达的变化，表明该转染在肾*细胞中有一定的效果1。在乳腺*细胞系T47D和非*性细胞MCF-10A中，研究比较了Lipofectamine2000和PAMAMG5两种转染试剂对短RNA的转染效率，结果显示Lipofectamine的转染效率明显高于PAMAMdendrimer2。检测方法：可以使用多种方法来检测转染效率，如荧光显微镜、流式细胞仪分析、实时定量PCR等。例如，在脂质体方法用于modRNA转染各种类型细胞的初步研究中，分别用RNAiMax及MessageMax将modGFP转染入MEF细胞，应用荧光显微镜、流式细胞分析仪检测并比较两种转染试剂的转染效率和蛋白表达效果5。南京转染试剂帮转染
